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규조류의 곰팡이 기생은 형성과 생물을 변화시킵니다.

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규조류의 곰팡이 기생은 형성과 생물을 변화시킵니다.

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커뮤니케이션 생물학 6권, 기사 번호: 206(2023) 이 기사 인용

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식물성 플랑크톤은 다양한 수생 시스템에서 수생 먹이그물과 요소 순환의 기초를 형성합니다. 그러나 식물성 플랑크톤 유래 유기물의 운명은 복잡하고 상호 연결된 재석회화 및 침전 과정에 의해 제어되기 때문에 종종 해결되지 않은 상태로 남아 있습니다. 우리는 유기물 플럭스 침몰에 대해 거의 고려되지 않는 제어 메커니즘, 즉 식물성 플랑크톤을 감염시키는 곰팡이 기생충을 조사합니다. 우리는 배양된 모델 병리체계(규조류 Synedra, 곰팡이 미세기생충 Zygophlyctis 및 공동 성장 박테리아)의 비감염 세포와 비교하여 곰팡이에 감염된 식물성 플랑크톤 세포에서 세균의 집락화가 3.5배 촉진되고 심지어 ≥17배 촉진된다는 것을 입증합니다. 현장 샘플링 개체군(Planktothrix, Synedra 및 Fragilaria). Synedra-Zygophlyctis 모델 시스템을 사용하여 얻은 추가 데이터는 곰팡이 감염이 응집체 형성을 감소시키는 것으로 나타났습니다. 더욱이 비슷한 크기의 곰팡이에 감염된 집합체와 감염되지 않은 집합체의 경우 탄소 호흡이 2배 더 높고 침전 속도가 11~48% 더 낮습니다. 우리의 데이터는 기생충이 단일 세포에서 단일 응집체 규모까지 식물성 플랑크톤 유래 유기물의 운명을 효과적으로 제어하여 잠재적으로 담수 및 연안 시스템에서 재석회화를 강화하고 침전을 감소시킬 수 있음을 암시합니다.

식물성 플랑크톤은 빠르게 성장하여 일주일에 한 번씩 바이오매스를 재생하고 수생 생물권의 물기둥에 수 기가톤의 부패하는 유기물을 남깁니다1,2. 이 부패하는 유기물의 대부분은 유광 구역 내에서 재광화되지만, 중요한 부분은 담수3,4 및 해안 환경5,6을 포함한 다양한 시스템에서 가라앉는 미립자 물질로서 더 깊은 층으로 내보내집니다. 이에 따라 미립자 유기물은 수주를 통해 퇴적물로 운반됩니다. 이는 저서-원양 결합, 즉 원양 서식지와 저서 서식지 간의 에너지, 질량 및 영양분 교환을 유도하는 메커니즘입니다. 따라서 유기물이 가라앉으면 유광대 아래에서 생명이 유지되는 반면, 유기물의 재석회화를 통한 산소 소비가 이용 가능한 산소 공급량을 초과하는 지역에서는 전 세계적으로 산소 결핍 수역이 확대될 수도 있습니다8,9,10. 따라서 식물성 플랑크톤 유래 유기물의 운명은 수생 먹이사슬과 생지화학적 순환의 핵심입니다.

개화 후, 식물성 플랑크톤 세포는 배설물 펠릿 및 기타 잔해물과 함께 호수 또는 해양 눈이라고 하는 응집체로 응고될 수 있으며 이는 하루 최대 수백 미터의 속도로 빠르게 가라앉습니다11. 이와 관련하여 가라앉는 골재는 깊이12까지 (무기)유기물의 주요 수단입니다. 집합체의 형성, 재석회화 및 침강은 일반적으로 물리적 및 생물학적 과정에 의해 설명되며, 후자는 동물성 플랑크톤 방목, 박테리아 분해 및 바이러스 용해와 밀접하게 연결됩니다12,13,14,15,16. 그러나 최근 데이터에 따르면 수직 유기물 플럭스에 대한 생물학적 제어 메커니즘 네트워크에서 몇 가지 중요한 연결이 여전히 누락되어 있는 것으로 나타났습니다. 예를 들어, 수생 곰팡이는 고산 호수20에서 해안 지역21, 심해22에 이르는 다양한 수생 시스템18,19에서 풍부하고 활동적이지만 이러한 맥락에서는 거의 고려되지 않습니다. 예를 들어, 키트리드라고 불리는 곰팡이류인 Chytridiomycota의 구성원은 식물성 플랑크톤 세포에서 미세 기생충으로 번성할 수 있습니다. 이러한 키트리드는 전통적으로 호수23, 특히 숙주 풍부도가 높은 개화 기간 동안 잘 기록되어 있습니다24,25. 최근에는 칠레 앞바다의 생산성이 높은 용승 지역, 북극해27,28, 지중해29에서 유해한 조류가 번성하는 동안 현미경을 통해 관찰된 후 해안 시스템에서 점점 더 주목을 받고 있습니다. 처리량이 많은 시퀀싱 방법을 사용하여 Chytridiomycota는 다른 해양 지역에서도 발견되었으며30,31,32,33,34 DNA 기반 Chytridiomycota의 풍부함은 해안 지역의 식물성 플랑크톤 번성 또는 엽록소와 상관 관계가 있습니다33,35,36,37 38. 따라서 Chytrid는 강한 저서-원양 결합이 일반적으로 가정되는 담수 및 해안 지역에서 자주 발생하는 반면, 외해 지역에서는 지금까지 드물게 관찰되어 그 분포가 덜 분명합니다40.

 0.05, t-test, N = 3 flasks) but significantly lower chlorophyll a contents in the infected vs. non-infected cultures during day 4–9 (e.g., day 9: 9.5 ± 1.2 and 30.1 ± 1.7 ng chl a mL−1, respectively, P < 0.001, t-test, N = 3 flasks, Fig. 2c). Nutrient concentrations (analyzed at the end of the incubations on day 9) were similar in both culture treatments (NO3− + NO2−: 225 ± 2 and 243 ± 9 µmol L−1, P = 0.07; soluble reactive phosphorous: 31 ± 2 and 34 ± 3 µmol L−1, P = 0.32; and dissolved organic carbon: 332 ± 24 and 299 ± 11 µmol L−1 in the non-infected and infected treatment, respectively, P = 0.12, t-test, N = 3 flasks)./p>

 0.22). Similar to TEP concentrations, CSP concentrations increased until day 6 and decreased thereafter (range: 0.07–0.39 µg BSA equ. mL−1, Fig. 2e), but no statistically significant differences were detected between treatments (P = 0.34 for GLMM, F4,16 = 1.2145 and P > 0.09 for pair-wise comparison between single sampling days). Microscopy-derived numbers of TEP and CSP were highly variable, ranging from 119 to 3672 TEP mL−1 (dTEP = 2–4 µm, A = 3–12 µm2) and from 966 to 21,196 CSP mL−1 (dCSP = 3–6 µm, A = 9–32 µm2) in both culture treatments (ranges represent mean values during day 0–9, data are listed in Supplementary Data 6). No statistically significant differences in TEP and CSP sizes and areas between treatments were detected (P > 0.13)./p>1.3–5.6 mm) became abundant, and both size classes (d = 0.4–1.3 mm and >1.3–5.6 mm) were 6 ± 4-times less abundant (range: 2–14-times) and comprised 9 ± 7-times less cumulative aggregate volume (range: 3–25-times, N = 10 time points) during fungal infections. Aggregates within the smallest size bin (d = 0.35–0.46 mm) were most abundant (up to 80 and 26 aggregates L−1 in the non-infected and fungal-infected treatment, respectively, Fig. 4e, f), while large aggregates (d = 2.2–3.8 mm) accounted for most of the cumulative aggregate volume (up to 20 and 2 mm3 L−1 in the non-infected and fungal-infected treatments, respectively, Fig. 4g, h)./p>

 5.6 mm were not present). We counted the number of aggregates per size class, reported as aggregate number concentration N(d) (# L−1). To describe the number concentration as a function of size, the aggregate size spectrum n(d) (# L−1 mm−1) was calculated as/p>